AIP Antibody (Rabbit mAb) [J10D14] Datasheet

生物描述

特异性	AIP Antibody (Rabbit mAb) [J10D14] 可检测内源性 AIP 总蛋白水平。
背景	芳烃受体相互作用蛋白 (AIP) 是一种免疫亲和素样辅助伴侣蛋白，它与热休克蛋白和核受体结合，并作为蛋白质稳定性和信号传导的调节因子发挥作用，其在胞质 AHR-AIP-Hsp90 复合物和垂体肿瘤发生中的作用最为显著。该蛋白包含一个具有卷曲螺旋/螺旋结构的 N 端区域和一个介导与 Hsp90 和底物蛋白相互作用的 C 端四肽重复序列 (TPR) 结构域；这些结构元件使 AIP 能够整合到多伴侣蛋白复合物中，从而将受体和信号分子稳定在一种非活性但对配体有反应的状态。在异生物质感知通路中，AIP 是 AHR 复合物的核心组成部分，它与 Hsp90、p23 和 XAP2 一起将 AHR 维持在胞质中，控制受体的折叠、配体结合和核转位，从而调节对环境毒素和内源性配体的转录反应。在内分泌组织中，AIP基因的种系功能缺失突变会导致家族性孤立性垂体腺瘤（FIPA）患者出现垂体腺瘤易感综合征。受累个体易发生早发性、侵袭性大腺瘤，这些腺瘤通常分泌生长激素或催乳素。AIP作为一种肿瘤抑制因子，其功能减弱会导致垂体细胞不受控制地增殖。功能研究表明，在成纤维细胞和垂体细胞系中过表达野生型AIP可显著抑制细胞增殖，而突变型AIP变体则丧失了这种抗增殖作用。所有检测的AIP突变均会破坏其与磷酸二酯酶-4A5的相互作用，从而将AIP的肿瘤抑制活性与cAMP信号通路的调控联系起来。在正常垂体组织中，AIP特异性地与生长激素和催乳素共定位于生长激素细胞和泌乳激素细胞的分泌囊泡中；而在散发性垂体腺瘤中，AIP的表达广泛分布于各种肿瘤类型，其亚细胞定位也发生改变，许多腺瘤中AIP分布于细胞质而非囊泡内，这表明表达模式的改变和定位异常伴随肿瘤的发生发展。人群和队列研究表明，15-30%的家族性垂体腺瘤（FIPA）家族和相当一部分看似散发的儿童垂体腺瘤携带AIP基因的失活突变，而超过一半的此类家族性病例缺乏AIP突变，这提示垂体腺瘤的易感性除了AIP基因外，还存在其他遗传异质性。 AIP 变体和表达变化也出现在其他癌症中，高 AIP 表达与结直肠癌和弥漫性大 B 细胞淋巴瘤中更具侵袭性的疾病相关，这表明 AIP 可以以组织特异性的方式作为肿瘤抑制因子或致癌因子发挥作用，这与其作为多分子伴侣调节剂的作用一致，该调节剂根据细胞环境影响不同的信号网络。

特异性

AIP Antibody (Rabbit mAb) [J10D14] 可检测内源性 AIP 总蛋白水平。

背景

芳烃受体相互作用蛋白 (AIP) 是一种免疫亲和素样辅助伴侣蛋白，它与热休克蛋白和核受体结合，并作为蛋白质稳定性和信号传导的调节因子发挥作用，其在胞质 AHR-AIP-Hsp90 复合物和垂体肿瘤发生中的作用最为显著。该蛋白包含一个具有卷曲螺旋/螺旋结构的 N 端区域和一个介导与 Hsp90 和底物蛋白相互作用的 C 端四肽重复序列 (TPR) 结构域；这些结构元件使 AIP 能够整合到多伴侣蛋白复合物中，从而将受体和信号分子稳定在一种非活性但对配体有反应的状态。在异生物质感知通路中，AIP 是 AHR 复合物的核心组成部分，它与 Hsp90、p23 和 XAP2 一起将 AHR 维持在胞质中，控制受体的折叠、配体结合和核转位，从而调节对环境毒素和内源性配体的转录反应。在内分泌组织中，AIP基因的种系功能缺失突变会导致家族性孤立性垂体腺瘤（FIPA）患者出现垂体腺瘤易感综合征。受累个体易发生早发性、侵袭性大腺瘤，这些腺瘤通常分泌生长激素或催乳素。AIP作为一种肿瘤抑制因子，其功能减弱会导致垂体细胞不受控制地增殖。功能研究表明，在成纤维细胞和垂体细胞系中过表达野生型AIP可显著抑制细胞增殖，而突变型AIP变体则丧失了这种抗增殖作用。所有检测的AIP突变均会破坏其与磷酸二酯酶-4A5的相互作用，从而将AIP的肿瘤抑制活性与cAMP信号通路的调控联系起来。在正常垂体组织中，AIP特异性地与生长激素和催乳素共定位于生长激素细胞和泌乳激素细胞的分泌囊泡中；而在散发性垂体腺瘤中，AIP的表达广泛分布于各种肿瘤类型，其亚细胞定位也发生改变，许多腺瘤中AIP分布于细胞质而非囊泡内，这表明表达模式的改变和定位异常伴随肿瘤的发生发展。人群和队列研究表明，15-30%的家族性垂体腺瘤（FIPA）家族和相当一部分看似散发的儿童垂体腺瘤携带AIP基因的失活突变，而超过一半的此类家族性病例缺乏AIP突变，这提示垂体腺瘤的易感性除了AIP基因外，还存在其他遗传异质性。 AIP 变体和表达变化也出现在其他癌症中，高 AIP 表达与结直肠癌和弥漫性大 B 细胞淋巴瘤中更具侵袭性的疾病相关，这表明 AIP 可以以组织特异性的方式作为肿瘤抑制因子或致癌因子发挥作用，这与其作为多分子伴侣调节剂的作用一致，该调节剂根据细胞环境影响不同的信号网络。

使用信息

抗体应用

WB

稀释比例

WB

1:1000 - 1:10000

反应性

Mouse, Rat, Human

抗体类型

Rabbit Monoclonal Antibody

MW

38 kDa

储存液配方

PBS, pH 7.2+50% Glycerol+0.05% BSA+0.01% NaN3

储存条件
(自收到货起)

-20°C (avoid freeze-thaw cycles), 2 years

实验方法
WB	实验步骤：样品制备 1. 组织样品：破碎组织，加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），低温匀浆或置于冰上超声裂解样品，静置30 min。 2. 贴壁细胞样品：吸去培养基, 用冰冷的 PBS 清洗细胞 2 遍。加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），超声处理以裂解细胞，并在冰上孵育 30 分钟。 3. 悬浮细胞样品：将培养基转移至离心管中离心，弃上清，用冰冷的 PBS 清洗细胞 2 遍。加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），超声处理以裂解细胞，并在冰上孵育 30 分钟。 4. 将所得匀浆液/裂解液置于离心机中 4°C 离心 15 min，收集上清液； 5. 取少量裂解液测定蛋白质浓度； 6. 加入蛋白上样缓冲液，将 20 µL样品在 95~100°C加热 5 min，冰上静置冷却后离心 5 min。电泳分离 1. 根据所提蛋白的浓度，将适量蛋白样品和 Marker 上样至 SDS-PAGE 凝胶。建议分离胶（即下层胶）浓度：10 %。 SDS-PAGE 分离胶浓度选择参照表 2. 电源调 80 V, 30 min。然后电源调 110 V~150 V，观察 Marker，待蛋白所在的预染蛋白 Marker 指示带得到合适的分离后，即可停止电泳。（注意电泳时电流切勿过大，如超过 150 mA 会导致温度上升，容易影响跑胶结果。如无法避免采用大电流，可对电泳槽使用冰浴降温。）转膜 1.拿出电转槽，把夹子和耗材浸泡在预冷电转液中； 2.用甲醇活化 PVDF 膜 1 min，用转移缓冲液冲洗； 3.按照“夹子黑边-海绵-滤纸-滤纸-胶-PVDF膜-滤纸-滤纸-海绵-夹子白边”的顺序安装好； 4.将蛋白电转移至 PVDF膜上。（推荐采用 0.45 µm PVDF 膜） PVDF 膜孔径规格选择参照表湿转法参考条件：200 mA, 60 min。（注意电转条件可根据蛋白大小适当调节，分子量大的蛋白适宜采用大电流，并延长转膜时间，但需要确保电转槽始终处于低温的环境中，避免凝胶融化。）封闭 1. 电转移后，室温下用 TBST 洗膜 5 min； 2. 在封闭液中将膜孵育 1 h，室温； 3. 用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min。抗体孵育 1. 用一抗稀释液配制一抗工作液（建议一抗稀释比 1:1000），4°C 条件下与膜轻柔摇晃孵育过夜； 2. 用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min； 3. 在封闭液中加入二抗，室温条件下与膜轻柔摇晃孵育 1 h； 4. 孵育结束后，用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min。显色 1. 加入配制好的 ECL 发光底物（或根据二抗选择其他显色基质）混合均匀； 2. 与膜孵育1 min，去除多余底物（需保持膜湿润），置于显影仪中进行曝光。

实验方法

WB

实验步骤：

样品制备

1. 组织样品：破碎组织，加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），低温匀浆或置于冰上超声裂解样品，静置30 min。

2. 贴壁细胞样品：吸去培养基, 用冰冷的 PBS 清洗细胞 2 遍。加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），超声处理以裂解细胞，并在冰上孵育 30 分钟。

3. 悬浮细胞样品：将培养基转移至离心管中离心，弃上清，用冰冷的 PBS 清洗细胞 2 遍。加入适量冰冷的 RIPA/NP-40 Lysis Buffer （含蛋白酶抑制剂Cocktail），超声处理以裂解细胞，并在冰上孵育 30 分钟。

4. 将所得匀浆液/裂解液置于离心机中 4°C 离心 15 min，收集上清液；

5. 取少量裂解液测定蛋白质浓度；

6. 加入蛋白上样缓冲液，将 20 µL样品在 95~100°C加热 5 min，冰上静置冷却后离心 5 min。

电泳分离

1. 根据所提蛋白的浓度，将适量蛋白样品和 Marker 上样至 SDS-PAGE 凝胶。建议分离胶（即下层胶）浓度：10 %。 SDS-PAGE 分离胶浓度选择参照表

2. 电源调 80 V, 30 min。然后电源调 110 V~150 V，观察 Marker，待蛋白所在的预染蛋白 Marker 指示带得到合适的分离后，即可停止电泳。（注意电泳时电流切勿过大，如超过 150 mA 会导致温度上升，容易影响跑胶结果。如无法避免采用大电流，可对电泳槽使用冰浴降温。）

转膜

1.拿出电转槽，把夹子和耗材浸泡在预冷电转液中；

2.用甲醇活化 PVDF 膜 1 min，用转移缓冲液冲洗；

3.按照“夹子黑边-海绵-滤纸-滤纸-胶-PVDF膜-滤纸-滤纸-海绵-夹子白边”的顺序安装好；

4.将蛋白电转移至 PVDF膜上。（推荐采用 0.45 µm PVDF 膜） PVDF 膜孔径规格选择参照表

湿转法参考条件：200 mA, 60 min。

（注意电转条件可根据蛋白大小适当调节，分子量大的蛋白适宜采用大电流，并延长转膜时间，但需要确保电转槽始终处于低温的环境中，避免凝胶融化。）

封闭

1. 电转移后，室温下用 TBST 洗膜 5 min；

2. 在封闭液中将膜孵育 1 h，室温；

3. 用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min。

抗体孵育

1. 用一抗稀释液配制一抗工作液（建议一抗稀释比 1:1000），4°C 条件下与膜轻柔摇晃孵育过夜；

2. 用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min；

3. 在封闭液中加入二抗，室温条件下与膜轻柔摇晃孵育 1 h；

4. 孵育结束后，用 TBST 洗膜 3 次，每次 5 min。

显色

1. 加入配制好的 ECL 发光底物（或根据二抗选择其他显色基质）混合均匀；

2. 与膜孵育1 min，去除多余底物（需保持膜湿润），置于显影仪中进行曝光。

文献参考

Application Data

WB

Validated by Selleck

Lane 1: Hela, Lane 2: Jurkat, Lane 3: HepG2, Lane 4: Mouse brain